Núm. 129 (2022)
Artículo de investigación

Xerocomellus carmeniae (Boletales, Basidiomycota), un nuevo hongo del noreste de México

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  • Fortunato Garza-Ocañas,
  • Jesús García Jiménez,
  • Gonzalo Guevara-Guerrero,
  • Cesar Ramiro Martínez-González,
  • Olivia Ayala-Vásquez,
  • Javier Isaac de la Fuente
Fortunato Garza-Ocañas
Universidad Autónoma de Nuevo León
Jesús García Jiménez
Tecnológico Nacional de México. Instituto Tecnológico de Ciudad Victoria
Gonzalo Guevara-Guerrero
Tecnológico Nacional de México. Instituto Tecnológico de Ciudad Victoria
Cesar Ramiro Martínez-González
Universidad Autónoma Chapingo, Departamento de Fitotecnia, Instituto de Horticultura
Olivia Ayala-Vásquez
Colegio de Postgraduados
Javier Isaac de la Fuente
Instituto Tecnológico de Ciudad Victoria
DOI: https://doi.org/10.21829/abm129.2022.2039

Publicado 2022-06-21

Palabras clave

  • Agaricomycetes,
  • boletes,
  • fungi,
  • new species,
  • Quercus,
  • symbiont fungi.
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  • Agaricomycetes,
  • boletes,
  • especie nueva,
  • hongos,
  • hongos simbiontes,
  • Quercus.
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Resumen

Antecedentes y Objetivos: Xerocomellus es un género de la familia Boletaceae, caracterizado por el basidioma pequeño a mediano, boletoide o gastroide, usualmente con píleo areolado y esporas lisas u ornamentadas. Hasta ahora se conocen dos especies de México. El objetivo de este estudio es describir una nueva especie de Xerocomellus basada en datos morfológicos, moleculares y ecológicos.

Métodos: El muestreo de los especímenes estudiados se realizó en el estado de Nuevo León, noreste de México (2009 y 2016). Se siguieron los protocolos clásicos para macro hongos. Se hicieron cortes manuales de especímenes y se montaron en KOH y reactivo de Melzer para observar microestructuras. La identificación del hospedero putativo se realizó en el herbario CFNL de la Facultad de Ciencias Forestales, Universidad Autónoma de Nuevo León; el tipo de bosque se identificó de acuerdo con observaciones de campo e imágenes de satélite. Se extrajo ADN de tres diferentes colecciones. Se obtuvieron y analizaron la región ITS y el gen LSU. El material se depositó en las colecciones micológicas de los herbarios “José Castillo Tovar” (ITCV) del Instituto Tecnológico de Ciudad Victoria y CFNL.

Resultados clave: Xerocomellus carmena se diferencia de otros Xerocomellus por la siguiente combinación de características: basidiomas boletoides, píleo areolados rojizo, estípite amarillentos y basidiosporas de 10.5-13.6 × 5.7-7.8 μm, elongadas, a veces truncadas.

Conclusiones: Xerocomellus carmeniae es la tercera especie de este género conocida de México y está putativamente asociada con Quercus canbyi. Algunos especímenes mostraron una forma aberrante, pero se recomiendan más estudios para evaluar una posible transición a una forma secotioide.

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Citas

  1. Ayala-Vásquez, O., J. García-Jiménez, E. Aguirre-Acosta, R. Castro-Rivera, R. E. Ángeles-Argáiz, A. E. Saldivar and R. Garibay-Orijel. 2022. Hemiaustroboletus, a new genus in the subfamily Austroboletoideae (Boletaceae, Boletales). Mycokeys 88: 55-78. DOI: https://doi.org/10.3897/mycokeys.88.73951
  2. Ayala-Vásquez, O., R. Valenzuela, E. Aguirre-Acosta, T. Raymundo and J. García-Jiménez. 2018. Species of Boletaceae (Boletales, Basidiomycota) with ornamented spores from temperate forests at the state of Oaxaca, Mexico. Studies in Fungi 3(1): 271-292. DOI: https://doi.org/10.5943/sif/3/1/28
  3. Binder, M. and D. S. Hibbett. 2006. Molecular systematics and biological diversification of Boletales. Mycologia 98(6): 971-981. DOI: https://doi.org/10.3852/mycologia.98.6.971
  4. Cázares, E., G. Guevara, J. García and J. M. Trappe. 2008. Melanogaster minisporus sp. nov., a new sequestrate member of the Boletales from Mexico. Revista Mexicana de Micología 28: 67-69.
  5. Cázares, E., J. García, J. Castillo and J. M. Trappe. 1992. Hypogeous Fungi from Northern Mexico. Mycologia 84(3): 341-359. DOI: https://doi.org/10.2307/3760186
  6. Cubeta, M. A., E. Echandi, T. Abernethy and R. Vilgalys. 1991. Characterization of anastomosis groups of binucleate Rhizoctonia species using restriction analysis of an amplified ribosomal RNA gene. Phytopathology 81(11): 1395-1400. DOI: https://doi.org/10.1094/Phyto-81-1395
  7. Farid, A., A. E. Bessette, A. R. Bessette, J. A. Bolin, L. V. Kudzma, A. R. Franck and J. R. Garey. 2021. Investigations in the boletes (Boletaceae) of southeastern USA: four novel species and three novel combinations. Mycosphere 12(1): 1038-1076. DOI: https://doi.org/10.5943/mycosphere/12/1/12
  8. Frandsen, P. B., B. Calcott, C. Mayer and R. Lanfear. 2015. Automatic selection of partitioning schemes for phylogenetic analyses using iterative k-means clustering of site rates. BMC Evolutionary Biology 15(1): 1-17. DOI: https://doi.org/10.1186/s12862-015-0283-7
  9. Frank, J. L., N. Siegel, C. F. Schwarz, B. Araki and E. C. Vellinga. 2020. Xerocomellus (Boletaceae) in western North America. Fungal Systematic and Evolution 6: 265-288. DOI: https://doi.org/10.3114/fuse.2020.06.13
  10. García-Jiménez, J. 2014. Diversidad de macromicetos en el estado de Tamaulipas, México. Tesis de doctorado. Facultad de Ciencias Forestales, Campus Linares, Universidad Autónoma de Nuevo León. Linares, México. 264 pp.
  11. García-Jiménez, J. and F. Garza-Ocañas. 2001. Conocimiento de los hongos de la familia Boletaceae de México. Ciencia UANL 4(3): 336-343.
  12. Gardes, M. and T. D. Bruns. 1993. ITS primers with enhanced specificity for Basidiomycetes -application to the identification of mycorrhizae and rusts. Molecular Ecology 2(2): 113-118. DOI: https://doi.org/10.1111/j.1365-294X.1993.tb00005.x
  13. GenBank. 2022. National Center for Biotechnology Information. National Library of Medicine (NIH). https://www.ncbi.nlm.nih.gov/genbank/ (consulted May, 2022).
  14. Hasselquist, N. J., G. W. Douhan and M. F. Allen. 2011. First report of the ectomycorrhizal status of boletes on the Northern Yucatan Peninsula, Mexico determined using isotopic methods. Mycorrhiza 21(6): 456-471. DOI: https://doi.org/10.1007/s00572-010-0355-x
  15. Huelsenbeck, J. P. and F. Ronquist. 2001. MRBAYES: Bayesian inference of phylogenetic trees. Bioinformatics 17(8): 754-755. DOI: https://doi.org/10.1093/bioinformatics/17.8.754
  16. Index Fungorum. 2022. Index Fungorum database. http://www.indexfungorum.org/Names/Names.asp (consulted May, 2022).
  17. Katoh, K. and D. M. Standley. 2013. MAFFT Multiple Sequence Alignment Software version 7: improvements in performance and usability. Molecular Biology and Evolution 30(4): 772-780. DOI: https://doi.org/10.1093/molbev/mst010
  18. Katoh, K., J. Rozewicki and K. D. Yamada. 2017. MAFFT online service: multiple sequence alignment, interactive sequence choice and visualization. Briefings in Bioinformatics 20(4): 1160-1166. DOI: https://doi.org/10.1093/bib/bbx108
  19. Katoh, K., K. Misawa, K. Kuma and T. Miyata. 2002. MAFFT: a novel method for rapid multiple sequence alignment based on fast Fourier transform. Nucleic Acids Research 30(14): 3059-3066. DOI: https://doi.org/10.1093/nar/gkf436
  20. Kornerup, A. and H. Wanscher. 1978. Methuen Handbook of Colour, 7th Ed. Eyre Metheun. London, UK. 227 pp.
  21. Lanfear, R., B. Calcott, D. Kainer, C. Mayer and A. Stamatakis. 2014. Selecting optimal partitioning schemes for phylogenomic datasets. BMC Evolutionary Biology 14: 1-14(1). DOI: https://doi.org/10.1186/1471-2148-14-82
  22. Lanfear, R., P. B. Frandsen, A. M. Wright, T. Senfeld and B. Calcott. 2017. PartitionFinder 2: New methods for selecting partitioned models of evolution for molecular and morphological phylogenetic analyses. Molecular Biology and Evolution 34(3): 772-773. DOI: https://doi.org/10.1093/molbev/msw260
  23. Maddison, W. P. and Maddison D. R. 2021. Mesquite: a modular system for evolutionary analysis. Version 3.70. http://mesquiteproject.org (consulted May, 2022)
  24. Müller, K., D. Quandt, J. Müller and C. Neinhuis. 2005. PhyDE®-Phylogenetic data editor. Program distributed by the authors, ver. 10.0. https://www.phyde.de (consulted March, 2021).
  25. Mullis, K. B. and F. A. Faloona. 1987. Specific synthesis of DNA in vitro via a polymerase-catalyzed chain reaction. Methods in Enzymology 155: 335-350. DOI: https://doi.org/10.1016/0076-6879(87)55023-6
  26. Murray, M. G. and W. F. Thompson. 1980. Rapid isolation of high molecular weight plant DNA. Nucleic Acids Research 8(19): 4321-4326. DOI: https://doi.org/10.1093/nar/8.19.4321
  27. Rambaut, A. 2014. FigTree ver. 1.4.2. Available at: http://tree.bio.ed.ac.uk/software/figtree/ (consulted March, 2021).
  28. Rambaut, A., M. A. Suchard, D. Xie and A. J. Drummond. 2014. Tracer ver. 1.6. http://beast.bio.ed.ac.uk/Tracer (consulted March, 2021).
  29. Rinaldi, A. C., O. Comandini and T. W. Kuyper. 2008. Ectomycorrhizal fungal diversity: separating the wheat from the chaff. Fungal Diversity 33: 1-45.
  30. Saldivar, Á. E., J. García-Jiménez, M. J. Herrera-Fonseca and O. Rodríguez-Alcántara. 2021. Listado actualizado y nuevos registros de Boletaceae (Fungi, Basidiomycota, Boletales) en Jalisco, México. Polibotánica 52: 25-49. DOI: https://doi.org/10.18387/polibotanica.52.3
  31. Smith, M. E., M. A. Castellano and J. L. Frank. 2018. Hymenogaster macmurphyi and Splanchnomyces behrii are sequestrate species of Xerocomellus from the western United States. Mycologia 110(3): 605-617. DOI: https://doi.org/10.1080/00275514.2018.1465299
  32. Stamatakis, A. 2014. RAxML version 8: a tool for phylogenetic analysis and post-analysis of large phylogenies. Bioinformatics 30: 1312-1313. DOI: https://doi.org/10.1093/bioinformatics/btu033
  33. Šutara, J. 2008. Xerocomus s.l. in the light of the present state of knowledge. Czech Mycology 60(1): 29-62. DOI: https://doi.org/10.33585/cmy.60104
  34. Tedersoo, L., T. W. May and M. E. Smith. 2010. Ectomycorrhizal lifestyle in fungi: global diversity, distribution, and evolution of phylogenetic lineages. Mycorrhiza 20: 217-263. DOI: https://doi.org/10.1007/s00572-009-0274-x
  35. Thiers, H. D. 1984. The secotioid syndrome. Mycologia 76(1): 1-8. DOI: https://doi.org/10.1080/00275514.1984.12023803
  36. Thiers, H. D. and J. M. Trappe. 1969. Studies in the genus Gastroboletus. Brittonia 21: 244-254. DOI: https://doi.org/10.2307/2805576
  37. Trappe, J. M. and G. Guzmán. 1971. Notes on some hypogeous fungi from Mexico. Mycologia 63(2): 317-332. DOI: https://doi.org/10.2307/3757764
  38. Trappe, J. M., R. Molina, D. L. Luoma, E. Cázares, D. Pilz, J. E. Smith, M. A. Castellano, S. L. Miller and M. J. Trappe. 2009. Diversity, Ecology, and Conservation of Truffle Fungi in Forests of the Pacific Northwest. General Technical Reports PNW-GTR-772-Department of Agriculture, Forest Service, Pacific Northwest Research Station. Portland, USA. 194 pp.
  39. Vilgalys, R. and M. Hester. 1990. Rapid genetic identification and mapping of enzymatically amplified ribosomal DNA from several Cryptococcus species. Journal of Bacteriology 72(8): 4238-4246. DOI: https://doi.org/10.1128/jb.172.8.4238-4246.1990
  40. White, T. J., T. D. Bruns, S. Lee and J. W. Taylor. 1990. Amplification and direct sequencing of fungal ribosomal RNA genes for phylogenetics. In: Innis, M. A., D. H. Gelfand, J. Sninsky and T. J. White (eds.). PCR protocols: a guide to methods and applications. Academic Press. San Diego, USA. Pp. 315-322.
  41. Wu, G., Y. C. Lee, X. T. Zhu, K. Zhao, L. H. Han, Y. Y. Cui, F. Li, J. O. Xu and Z. L. Yang. 2016. One hundred noteworthy boletes from China. Fungal Diversity 81: 25-188. DOI: https://doi.org/10.1007/s13225-016-0375-8